Взятие материала для исследования.

В большинстве случаев материал обязан брать окулист. В сравнении с образцами из других локализаций материалы из глаз сразу же после взятия следует засевать непосредственно в среду культивирования, а не в транспортные среды. Посевы производят " у постели больного" (в стационаре или на дому) либо в кабинете врача при амбулаторном приеме. Способ взятия материала зависит от того, какая часть глаза поражена. Образцы, полученные инвазивными методами, должны всегда сопровождаться мазками с конъюнктивы, взятыми тампоном. Последние служат в качестве контроля при сравнении полученных результатов, являясь индикатором степени обсеменения материала бактериями внешней среды и окружающей глаз поверхностной микрофлоры, которой постоянно контаминирована конъюнктива.

Материал с конъюнктивы (при бактериальном конъюнктивите) и края века (при подозрении на стафилококковый блефароконъюнктивит):

· • Образцы берут стерильным, предварительно увлажненным ватным или пропитанным альгинатом кальция тампоном.

· • Кончиком тампона вращательными движениями по всей конъюнктиве собирают материал до применения каких-либо анестетиков. Для каждого глаза используют отдельный тампон.

· • Материал сразу засевают на агаровую среду (кровяной агар и шоколадный агар) горизонтальной штриховкой с конъюктивы правого глаза на одной половине чашки, на другой половине - вертикальной штриховкой с конъюнктивы левого глаза.

· • Другую агаровую чашку используют для посева материала с краев век, соответственно, правого и левого глаза на разных половинах чашки.

· • При взятии соскобов с конъюнктивы для приготовления мазков окулист должен соблюдать следующие правила:

- закапать в каждый глаз 1 -2 капли анестетика;

- с помощью шпателя Кимура аккуратно сделать соскоб конъюнктивы вдоль нижней правой тарзальной поверхности века;

- нанести материал на чистое предметное стекло и размазать его по поверхности круговыми движениями диаметром 1 см (готовят не менее двух препаратов), либо раздавить его между двумя стеклами, продвигая их в плотном соприкосновении в противоположных относительно друг друга направлениях;

- погрузить препараты в 95% спирт на 5 мин;

- повторить вышеуказанные процедуры для приготовления препаратов с конъюнктивы другого глаза;

- в качестве альтернативного варианта можно брать материал тампоном между верхней тарзальной поверхностью века и сводом глаза, однако этот способ менее результативен для выделения бактерий.

· • Посевы и препараты немедленно транспортируют в лабораторию.

Соскобы с роговицы:

· • Предварительно получают соскобы с конъюнктивы, как указано выше (сопоставление результатов посевов с конъюнктивы и роговицы в ряде случаев помогает исключить возможную контаминацию материалов с роговицы).

· • Закапывают в глаза 1 -2 капли анестетика.

· • Короткими уверенными движениями в одном направлении стерильным шпателем Кимура делают не менее 3-5 соскобов с изъязвленных участков роговицы (при широко открытых глазах пациента, стараясь не касаться ресниц).

· • Каждый соскоб засевают на несколько сред (кровяной агар, шоколадный агар, дополнительный кровяной агар и тиогликолевую среду для выделения анаэробов, и по показаниям - на картофельный агар с декстрозой для выделения грибов и среду для микобактерий). Необходимость взятия нескольких соскобов у больного продиктована тем, что микробы на пораженном участке по глубине и ширине располагаются неравномерно.

· • Готовят 2-3 мазка для окраски по Граму, как указано выше для соскобов с конъюнктивы.

· • Все посевы и препараты незамедлительно доставляют в лабораторию.

Внутриглазная жидкость (при эндофтальмите):

· • Предварительно берут соскоб с конъюнктивы для контроля возможной контаминации основного образца посторонней флорой.

· • Жидкость собирают путем пункции передней камеры глаза.

· • Если позволяет объем жидкости, ее транспортируют непосредственно в укупоренном шприце (предварительно удалив из него пузырьки воздуха) или в анаэробной транспортной системе. Если жидкости мало, ее засевают (по 1-2 капли) в питательные среды (кровяной и шоколадный агар, среду для анаэробов) непосредственно в процедурном кабинете.

· • Готовят мазки, раскапывая жидкость на чистые предметные стекла.

Материал при септальном целлюлите:

· • Окулист должен предварительно продезинфицировать кожу спиртом и йодным раствором.

· • Если нет открытой раны, делают надрез пораженного верхнего или нижнего века скальпелем.

· • Если рана открытая, врач берет гнойный материал иглой со шприцом.

· • Производят посев в культуральные среды (кровяной и шоколадный агар); часть материала вносят в анаэробную транспортную емкость.

· • Готовят мазки для окраски по Граму как указано выше.

Материалы при орбитальном целлюлите:

· • Получают аспират из раны как указано выше.

· • Производят посев на те же среды и готовят препараты для окраски по Граму так же, как при пресептальном целлюлите.

· • Исследуют кровь на гемокультуру.

При дакриоадените:

· • Собирают материал с конъюнктивы тампоном как указано выше.

· • Пункцию слезной железы для получения и исследования аспирата не проводят.

При дакриоцистите:

· • Получают и исследуют материал с конъюнктивы как указано выше.

· • Сдавливают слезный мешок для получения экссудата или собирают его шприцом.

· • Производят посев на культуральные среды (кровяной и шоколадный агар) и готовят препараты для окраски по Граму как указано выше.

· • При достаточном объеме материала помещают его в транспортную среду и доставляют в лабораторию.

При каналикулите:

· Сжимают внутренний край века для выдавливания гноя.

· • Посев материала и приготовление препаратов для окраски по Граму производят как указано выше.

Проведение исследования.

Этап