странных семейств

В ДНК цианобактерий Nostoc punctiforme обнаружены очень короткие повторы, названные SDR (small dispersed repeats) (Elhai J., Kato M., Cousins S, Lindblad P., Costa J.L. Very small mobile repeated elements in cyanobacterial genomes. Genome Res.2008. 18: 1484-1499). Идентифицированы 8 семейств SDR. Размеры SDR варьируют от 21 до 27 н.п.

Первая странность относится к сайтам локализации SDR. Так, члены семейства SDR5 обнаруживаются только внутри октамера HIP1 (GCGATCGC), который представлен в составе геномов цианобактерий в огромном количестве копий. Повторы семейств SDR1 и SDR4 внедряются в свои собственные копии. При этом никакого предпочтительного сайта интеграции не обнаруживается, – внедрения происходят в разные сайты внутри элемента SDR, независимо от того, где находится сам элемент SDR-мишень. Иными словами, элементы SDR1 и SDR4 при внедрении узнают не предпочтительный сайт, а свою собственную структуру в целом. SDR большинства семейств очень часто обнаруживаются в составе транспозонов и мини транспозонов. И в этом случае предпочтительных сайтов локализации SDR не просматривается.

Вторая странность состоит в том, что SDR семейств 1, 4 и 5 мобильны, хотя ни рекомбинация, ни конверсия, ни классическая транспозиция с их участием не происходят. Авторы предполагают, что в основе мобильности SDR лежит процесс с участием РНК, как промежуточного продукта.

Третья необычная особенность относится к структуре повторов. Представители семейств SDR4, SDR5, и SDR6 имеют в своём составе по 2 GC-богатых участка, потенциально способных образовывать структуры типа «стебель-петля». В подобии петель находятся всего 2 нуклеотида, поэтому эти 2 участка – почти палиндромы. 6 подсемейств SDR1 содержат консервативное ядро из 10 нуклеотидов (GAGCGAGCGA), которое окружено инвертированными повторами из 4-х оснований. Удивительно, что IR не являются концевыми и не обеспечивают перемещений ядра. 2 подсемейства SDR2 тоже имеют консервативное ядро, но оно состоит из 20 нуклеотидов, которые являются палиндромом. Длинный совершенный палиндром присутствует также в SDR7.

Внедрения SDR в состав транспозонов могут способствовать их более успешному распространению по геномам. Такие SDR можно назвать «наездниками». Все остальные свойства этих повторов, на мой взгляд, пока труднообъяснимы, а их происхождение и роль в функционировании геномов неясны.

Кодирующие палиндромы.

Мы видели, что повторы могут служить сигналами, включающими механизмы геномных перестроек и структурными элементами, на которых эти механизмы оперируют. Наиболее эффективными в эволюционном отношении, по общему мнению, являются дупликации и события горизонтального переноса генов. Однако ни то, ни другое событие не образует гены de novo, а оперирует на уже существовавших генах. Их эволюционную значимость это не снижает, но вопрос о происхождении генов, принадлежавших предшественнику, остаётся нерешённым. Так же не очень понятно, почему у бактерий разных видов существует множество генов, которые не встречаются в микробах какого-либо другого вида, т.е. являются видоспецифическими. Получается, что LUCA (last universal common ancestor), если он, действительно, был один, содержал на порядки больше генов, чем любой из его потомков, что, конечно, невероятно. (Ведь как образуются гены de novo, мы даже представить себе не можем).

Возможно, надежду на продвижение к ответу дают недавние результаты изучения внедрений палиндромов в гены риккетсий и вольбахий.

В составе геномов Rickettsia conorii и Wolbachia pipientis были обнаружены внедрения палиндромов трёх классов в последовательности различных генов. Палиндромы были названы RPE (Rickettsia specific palindromic elements) для рикеттсий и WPE (Wolbachia specific palindromic elements) для вольбахий. Последовательности одного из классов WPE не отличались от таковых RPE, тогда как WPE другого класса имели другой состав. Основные свойства этих палинромов сводились к следующему. Во-первых, палиндромы были кодирующими и детерминировали около 50 аминокислот. Во-вторых, они были мобильными. В-третьих, внедрения происходили без нарушений рамки считывания, и продукт гена не терял обычной функции. И, в-четвёртых, внедрения наблюдались в разных генах, кодирующих либо ферменты, либо поверхностные белки. Почему внедрения происходили без нарушений рамки считывания, объяснить трудно. Отсутствие нарушений функции продукта связано с тем, что новые аминокислоты оказывались в белковой петле, не имеющей отношения к функции поверхностного белка или работе активного центра фермента.

Таким образом, совокупность полученных фактов позволяет предположить, что именно такие события могли быть исходным материалом в процессе эволюционного формирования новых белков (9, 28, 29). Существенным затруднением для принятия такого механизма, как спасительного, для объяснения способа образования новых генов и их продуктов является то, что феномен обнаружен только у рикеттсий и вольбахий.

Присутствие повторов в геномах и патогенность бактерий.

Отмечены различия в представленности TR и SSR в геномах патогенных и непатогенных бактерий (12). Так, в геноме E.coli K12 вдвое меньше TR, чем в геноме клинического штамма E.coli O157: H7. В среднем количество TR всегда достоверно больше в геномах патогенных бактерий по сравнению с непатогенными (33). В свою очередь SSR, которым всегда отводится ключевая роль в адаптивных перестройках геномов патогенных бактерий (13) достаточно представлены в геномах бактерий таких родов, как Сlostridium и Haemophilus. В изученных случаях плотность SSR в геномах патогенных бактерий на 50% выше, чем в геномах непатогенных(33).

Итак, TR, SSR, и SPIDR присутствуют, преимущественно, в некодирующих, межгенных областях и влияют на работу регуляторных элементов. Наблюдается положительная корреляция между плотностью TR и SSR и патогенностью бактерий. CR имеет наименьший потенциал, как стимулятор рекомбинации, но обнаруживается преимущественно в составе генов, поэтому рекомбинация, стимулируемая CR, может быть наиболее эффективна как источник дупликации белок-кодирующих последовательностей. Все только что перечисленные повторы относятся к прямым. Обратные (IR) повторы гораздо реже встречаются в геномах бактерий. Образуя шпильки, они могут блокировать репликацию, транскрипцию и трансляцию.

Повторы в генах, ответственных за «обслуживание» генома и приобретение генетической информации.

Недавно обнаружилась ещё одна функция повторов. Обычно инвертированные повторы обнаруживались по всему геному у различных бактерий после кодирующих последовательностей, выполняя функции терминаторов транскрипции. Однако анализ геномов N.meningitidis, N.gonorrhoeae и H.influenzae выявил присутствие одиночных частей инвертированных повторов в составе генов. Дальнейшие исследования показали, что обнаруженные части повторов являются ничем иным, как сайтами интеграции фрагментов трансформирующей ДНК. Они были обозначены DUS (DNA uptake sequences). Последовательность DUS в составе генов нейссерий имеет вид: 5^/-GGCCGTCTGAA-3^/. Геном нейссерий содержит 1900 копий, а геном H.influenzae – 1471 копию DUS. Изучение распределения DUS в различных генах показало, что намного чаще DUS встречаются в генах, ответственных за процессы репарации, рекомбинации, рестрикции-модификации и репликации, чем в любых других генах (11). Остаётся неясным, почему вне генов DUS представлены в виде повторов, а внутри генов, как правило, в виде неповторяющихся последовательностей.

Причина преимущественного нахождения DUS в составе генов, ответственных за сохранение ДНК окончательно неясна, как неясны и механизмы, определяющие такое распределение и сохранение этих повторов. Предположение сводится к следующему. Гены репарации рекомбинации, рестрикции-модификации и репликации чрезвычайно важны для клетки. В случае их повреждения клетка может оказаться обречённой на гибель. В неблагоприятных стрессовых условиях, значительная доля микробной популяции, действительно, погибает. Однако меньшая доля клеток, имеющая в составе самых существенных генов DUS, будет в состоянии приобрести неповреждённые копии этих генов из лизатов погибших клеток за счёт трансформации. Такой механизм восстановления существенных генов незаменим во всех случаях, когда нарушается целостность генома, будь то мутации, или потеря генов за счёт делеций.

Итак, DUS способствуют приобретению участков ДНК (предположительно утраченных ранее или повреждённых) в бактериях природно-трансформабельных видов. Роль DUS в горизонтальном переносе пока не определена. Известно, однако, что механизм горизонтального переноса использует организованные инвертированные повторы в составе сайтов интеграции интегронов и сайтов, сцепленных с генами тРНК (см. 2). В указанных случаях повторы играют положительную для приобретения генетического материала роль.

Относительно недавно была открыта противоположная роль повторов. Она заключается в ограничении ассимиляции геномами бактерий и архей ДНК, поступающей извне. Эта система ограничения довольно сложна, является многокомпонентной и, с одной стороны имеет черты систем рестрикции-модификации, а с другой – черты иммунной системы. При этом иммунитет работает без участия принципа белок-белкового узнавания. Основу этой системы составляют повторы CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats) (18, 19, 6, 25, 26 40).

CRISPR были открыты в геноме Escherichia coli в 1987 году (17).Они присутствуют в геномах примерно 40% бактерий и 90% архей. Сейчас очевидно, что CRISPR являются основной частью сложной системы защиты хозяина от проникновения (и ассимиляции) постороннего генетического материала. Система устроена следующим образом (Рис. 4). Каждый CRISPR локус состоит из палиндромных повторов размером 21 или 48 п.о., разделенных неповторяющимися спейсерами от 26 до 72 п.о. Обычно CRISPR локус содержит около 20 повторов, но их количество может достигать 300. Обычно бактериальные или архейные геномы содержат около 18 CRISPR локусов. В плазмидах CRISPR локусы встречаются редко. Очень важным оказался факт 100% гомологии спейсеров с геномами бактериофагов или плазмид. На этом основании было сделано заключение о том, что спейсеры – это части фаговых или плазмидных геномов. Обычно CRISPR сцеплены с генами cas (CRISPR associated sequences). Гены cas кодируют нуклеазы, геликазы и ДНК-связывающие белки. Перед первым CRISPR повтором находится промотор. CRISPR локус обычно транскрибируется в том же направлении, что и прилежащие гены cas.

Поступающая в бактериальную клетку фаговая или плазмидная ДНК подвергается атаке cas- нуклеаз. Образовавшийся фрагмент(ы) встраивается в проксимальную область одного или нескольких CRISPR локусов, образуя первый спейсер. Внедрение нового спейсера иногда сопровождается исключением одного из внутренних спейсеров. Это происходит за счёт гомологичной рекомбинации можду фланкирующими внутренний спейсер повторами. Теперь выжившие клетки несут в CRISPR локусе часть фагового или плазмидного генома, и являются иммунными к повторному заражению данным фагом или плазмидой. Если такое заражение происходит, имеет место следующая последовательность событий. CRISPR-транскрипт подвергается атаке cas- нуклеаз, образуются мелкие crРНК. Эти РНК связываются с поступившей в клетку чужеродной фаговой или плазмидной ДНК. При этом связывание происходит как с сенс-, так и с антисенс-цепями. Образовавшиеся ДНК-РНК гибриды подвергаются атаке cas- нуклеаз, что приводит к их инактивации. Установлено, что в некоторых видах бактерий и архей CRISPR- cas система может атаковать не только ДНК, но и мРНК. Важно отметить существование специфичности во взаимодействии CRISPR локусов и cas- нуклеаз: cas- ферменты активны только относительно «своих» CRISPR. Один из генов cas отвечает за внедрения новых спейсеров, а другие – за формирование устойчивости к чужеродной ДНК.

Хотя в целом организация и работа этой сложной системы понятны, многие её детали ещё предстоит выяснить. Так, например, неизвестна природа специфичности механизма, внедряющего вновь поступивший в бактерию фрагмент чужеродной ДНК на место проксимального спейсера. Целесообразность этого механизма очевидна. Проксимальный спейсер транскрибируется намного эффективнее, чем дистальные. Поэтому напряжённость иммунитета будет гораздо выше относительно ДНК, вошедшей в клетку последней, чем относительно ДНК, проникавшей в бактерию раньше. То есть бактерия защищает себя от «сегодняшней» угрозы активнее, чем от угрозы «позавчерашней». Неизвестна также природа специфичности cas- нуклеаз относительно «своих» CRISPR локусов. Неясна и природа сигнала, активирующего рекомбинацию, которая приводит к удалению одного из внутренних CRISPR-повторов в CRISPR локусе в ответ на внедрение нового проксимального спейсера.

Возможно, именно присутствие CRISPR- cas системы в геномах большинства видов архей обеспечило относительную гомогенность размеров их геномов. Непонятной остаётся причина, по которой 90% архей унаследовали и закрепили систему CRISPR- cas, тогда как у бактерий эта система наличествует только в 40% случаев.

Будучи предназначенными для ограничения горизонтального переноса генетического материала, сами CRISPR локусы могут передаваться горизонтально с помощью плазмид или фагов. Их интеграции в геном способствуют фланкирующие IS-элементы.

Экспериментальные данные, суммированные в данной работе, определённо указывают на существование в геномах бактерий сайтов, предназначенных для ассимиляции чужеродной ДНК. Это интегроны, сайты интеграции, сцепленные с генами тРНК, сайты интеграции ДНК умеренных бактериофагов, элементы DUS. Все без исключения сайты интеграции образованы повторами. Эти сайты существуют не сами по себе, а являются частями очень специфических и сложных генетически детерминированных механизмов, направленных на поглощение ДНК извне и её ассимиляцию геномами-реципиентами. В результате в геномы-реципиенты внедряются участки чужеродной ДНК от фрагментов «чужих» генов до геномных островов и целых геномов умеренных фагов. Наряду с этим, повторы образуют и другие системы (CRISPR-cas), направленные на ограничение ассимиляции геномами ДНК, поступившей извне. И это не единственный способ защиты. Вспомним классические системы рестрикции-модификации.

Таким образом, в ходе эволюции сформировались противоположно направленные системы, одна группа которых способствует приобретению новой ДНК геномами, а другая ограничивает этот процесс. Что обеспечивает баланс между этими силами абсолютно неизвестно.

Повторы в генах стрессовых реакций.

В природе бактерии часто оказываются в условиях стресса (температура, осмотическое давление, рН, наличие питательных веществ, присутствие токсических соединений). Эти условия могут быть очень разными и по своей сути, и по продолжительности воздействия. Короткие воздействия микроб переживает, включая набор генов стрессовых реакций (ГСР). Эта стратегия базируется на модификации транскрипции ряда генов и выключении одних, обычно работающих, и включении в норме молчащих генов. При длительных и сильных стрессовых воздействиях для выживания требуются другие механизмы.

В таких случаях выживают не все члены микробной популяции, а только те, которые претерпели существенные изменения своих геномов и образовали клоны, устойчивые к данному виду стресса. Образованию таких клонов должно предшествовать и способствовать возникновение геномной гетерогенности и, как следствие, фенотипического разнообразия в популяции. Мы уже знаем, что геномная гетерогенность достигается за счёт тех или иных генетических перестроек, в основе которых лежит незаконная рекомбинация. Частоты рекомбинации, в свою очередь, прежде всего, зависят от наличия, локализации и типов нуклеотидных повторов. Рассмотрим, существует ли взаимосвязь, между распределением повторов в геномах и ГСР.

Были изучены около 300 генов E.coli, имеющих отношение к репарации, рекомбинации и адаптации к стрессу. Оказалось, что в ГСР почти отсутствуют протяжённые повторы, способствующие гомологичной рекомбинации. Однако CR, вызывающие проскальзывание репликации, присутствуют в ГСР в избыточных количествах.

Наряду с ГСР, предпочтительными для расположения повторов являются гены прямо или косвенно участвующие в переносе и наследовании генетической информации, т.е. участвующие в метаболизме ДНК. Примерами таких генов можно, считать гены мутаторы и гены, ответственные за рекомбинационные события. Гены мутаторы mutL и mutS содержат избыточное количество близких прямых повторов. Повторы стимулируют образование мелких делеций, которые приводят к выраженному мутаторному эффекту.

В гене sbcC также присутствует избыточное количество близких прямых повторов, а ген sbcВ –тетрануклеотидных SSR, стимулирующих незаконную рекомбинацию. Белок SbcCD расщепляет шпилечные структуры, замедляющие продвижение репликативной вилки, что позволяет рекомбинации восстановить работу репликативного комплекса. Поэтому нарушения структуры генов sbc приведёт к нарушению метаболизма ДНК.

Отмечена также большая плотность повторов в генах супероксиддисмутаз. В гене sodB увеличено количество CR, в гене sodА – мононуклеотидных SSR, а в гене sodС – тетрануклеотидных SSR. Эти гены кодируют разные супероксиддисмутазы и необходимы для борьбы клетки с кислородным стрессом. Более того, мутации в генах sodА и sodВ могут приводить к мутаторному эффекту (34).

На мой взгляд, очень важным является то обстоятельство, что повторы распределены не равномерно и не случайно не только в составе геномов, но и в составе генов. Более того, разные гены имеют различные предпочтительные сайты для образования повторов. Так, в генах mutL и sbcC повторы расположены равномерно по всей длине. По краям гена dnaA и в конце гена aceF вообще нет повторов. А в гене sodB повторы распределены очень неравномерно. Есть различия и в количестве копий повторов в зависимости от гена. Например, в генах mutL и sbcC повторы присутствуют в виде одиночных копий, а в генах csgA и aceF присутствуют множественные повторы различных типов (34). Такие различия в присутствии повторов в тех или иных участках определённых генов свидетельствуют о том, что образование и, как следствие, распределение повторов является зависимым от контекста.

Итак, гены стресса, гены, ответственные за перенос и приобретение генетической информации и гены, важные для «обслуживания» генома, содержат избыточное, по сравнению с другими генами, количество тех или иных повторов. На первый взгляд это, как минимум, странно, так как следовало бы ожидать, что столь важные гены должны быть максимально консервативными. Тогда в ходе эволюции повторы должны были бы исчезнуть из таких генов.

Однако возможна и другая стратегия: перестраховка на случай непредвиденных обстоятельств. По принципу: «Не клади все яйца в одну корзину». Такими непредвиденными обстоятельствами могут быть разнообразные условия и факторы стресса. Если отдельная клетка исповедует такую стратегию она и, во всяком случае, её потомство, в стандартных условиях проигрывает, так как возможные перестройки важных генов, скорее всего, приведут к катастрофе. Однако в нестандартных условиях, когда наступают «тяжёлые времена», в выигрыше окажется популяция, содержащая полиморфные клетки с разным потенциалом противодействия. Тогда у части таких клеток выше шансы выжить и дать начало клону, приспособленному к новым условиям. Если такая гипотеза верна, то накопление повторов в генах, существенных для «обслуживания» генома, становится целесообразным. Пока строгих экспериментальных данных в пользу или против этой гипотезы нет.

Повторы и способность бактерий к движению.

Ряд внутриклеточных бактерий, куда входят Listeria monocytogenes, Shigella spp., возбудитель пятнистой лихорадки Rickettsia spp., и вирус осповакцины зависят от собственной способности к движению. Движение необходимо бактериям для передвижения внутри эукариотической клетки и для распространения в тканях между клетками. Эта способность полностью определяется генетически детерминированными механизмами полимеризации и деполимеризации актина. Ключевую роль в этих процессах играет белок ActA.

У листерий трансмембранный белок ActA состоит из 639 аминокислот и не имеет аналогов среди известных белков. Белок ActA содержит 2 типа повторов (Рис. 5). Меньшие из них состоят из 11 аминокислот. В центре находятся 3 или 4 пролина, окружённые несколькими кислыми аминокислотами. Эти повторы были обозначены PRR (proline rich repeats). Консенсус аминокислотной последовательности PRR имеет вид DFPPPPTDEEL. (Естественно, соответствующие нуклеотидные повторы представлены в геноме).

Каждый PRR отделён от другого повтора одним из 3-х типов спейсеров, называемых длинные повторы. Два типа спейсеров гомологичны между собой и содержат 24 аминокислоты, третий тип спейсеров не гомологичен первым двум и содержит 33 аминокислоты. Для обеспечения полимеризации-деполимеризации актина кроме бактериального белка ActA на первых этапах необходимы два белка эукариотической клетки: профилин и фосфопротеин VASP. Установлено, что PRR связывают VASP и определяют локализацию профилина на поверхности бактериальной клетки. Существует прямая линейная зависимость между количеством PRR и скоростью движения бактерий. Спейсеры, (названные авторами длинные повторы), детерминируют механизм движения, независимый от PRR, VASP и профилина. В результате было установлено, что ActA-индуцируемая полимеризация актина не зависит от PRR, инициация движения требует наличия спейсеров и белка ActA и что скорость движения бактерий зависит от количества PRR. Каждый PRR добавляет к скорости 2-3 µm/мин (39).

Об эволюции многокомпонентных генетических систем

Бактерии обладают только частью генов, обеспечивающих все необходимые для движения функции. Недостающие функции они «заимствуют» от эукариотической клетки-хозяина. Нужно сказать, что заимствовать есть, что. Процесс нуклеации, полимеризации и сшивания актина требует активности десятков белков и, соответственно, кодирующих их генов. Следует отметить, что бактерии разных видов «перехватывают» энзиматические активности эукариотических каскадов на разных этапах. Это значит, что бактерии каждого вида эволюционировали независимо и конвергентно с целью использовать генетические детерминанты эукариотических клеток-хозяев. Остаётся очевидным, что у бактерий, и, тем более, у эукариотических клеток способность к движению детерминирована многими генами (см. 16).

Когда мы говорим о многокомпонентных системах (где количество компонентов равно двум или более), возникает вопрос об их эволюционном происхождении. В данной работе в качестве таких систем были представлены система ограничения ассимиляции чужеродной ДНК – CRISPR-cas и система, обеспечивающая движение бактерий – ActA-VASP/профилин. Ранее рассматривались многокомпонентные бактериальные системы, обеспечивающие антигенную вариабельность и сайт-специфические рекомбинационные процессы (1, 2). Понятно, что когда речь идёт об эволюционном происхождении многих генов, которые в будущем должны составить систему, требуемые для образования системы временные рамки многократно расширяются. Вероятно, они должны измеряться как минимум миллионами лет. То есть, со времени возникновения первого гена, как компонента системы, до формирования всей системы в целом должен пройти геологический отрезок времени. В наше время многокомпонентные системы наследуются в виде модулей т.е. en bloc, чему способствует сцепленность генов, кодирующих соответствующие компоненты. Если бы эти гены не были сцеплены, то для того, чтобы собрать всю систему (например, при горизонтальном переносе) потребовалось бы переносить каждый ген отдельно. Скорее всего, вероятность сборки многокомпонентной системы в одном реципиенте в этом случае была бы близкой к нулю. Хотелось бы понять, как такие системы могли возникнуть изначально. В этом случае проблема усложняется, так как перед тем, как быть собранными, соответствующие гены должны были быть образованы и закреплены отбором по отдельности, поскольку все вместе они образоваться не могли. Ведь согласно СТЭ в геномах должны сохраняться только те детерминанты, которые кодируют признаки, поддерживаемые естественным отбором. Первый, второй и следующий гены и другие модули будущей системы до тех пор, пока не сформировалась вся система в целом, не должны быть востребованы, а значит, согласно СТЭ, должны быть удалены из генома «за ненадобностью». Видимо, этого не происходит. Единственный выход из сложного положения состоит в том, что ещё до включения в многокомпонентную систему каждый её будущий член выполнял какую-то полезную функцию. Хотя именно этот аргумент используется большинством коллег, сторонников СТЭ, мне он представляется неубедительным до тех пор, пока не будет твёрдо доказан для каждого из многих генов и других модулей, составляющих ту или иную многокомпонентную систему.

Заключение.

Только в последнее время в официальной научной печати стали появляться признания того, что мы не знаем, как исходно могли появиться гены (29).

Нам понятно, что путём дупликаций (и последующих изменений одной из копий) «своих» генов можно создать что-то новое, но на старой основе. Нам понятно, что гены, перенесённые горизонтально, могут обогатить геном реципиента. Но это не новые гены. Это уже существовавшие гены.

Сейчас мы твердо знаем, что не существует фундаментального генетического процесса, который так или иначе, не обеспечивался бы повторами. Более того, мы видим, что не только онтогенез, но и эволюционные изменения происходят благодаря повторам. И, наконец, мы видим, что те гены, которые должны быть самыми стабильными в силу своей значимости, на самом деле, буквально «напичканы» повторами «на всякий случай». Предположительно такими случаями являются те или иные условия стресса. Конечно, это положение не могло сложиться случайно, однако, остаётся непонятным, на что ориентирован естественный отбор, сохраняющий повторы в «мирный период». Скорее всего, общепринятый естественный отбор в данном случае вообще не играет роли, поскольку применительно к некодирующим повторам нет фенотипического признака, который можно отбирать с помощью условий внешней среды. Я думаю, что распределение повторов в геномах зависит от нуклеотидного контекста и в то же время определяет будущий контекст геномов (2). Очевидным остаётся то, что в определённых сайтах определённых геномов присутствуют определённые повторы, которые могут изменять свою кратность и позицию в геноме. Именно эти параметры наличия и распределения повторов и определяют функционирование геномов.

На основании изложенных материалов можно заключить, что повторяющиеся последовательности обеспечивают две сущности геномов.

Первая и относительно хорошо изученная определяет функционирование генома в течение всего жизненного цикла любой клетки. Здесь повторы детерминируют регуляцию активности отдельных генов и ход генетических процессов, таких как репликация, транскрипция, трансляция. Эти процессы происходят по заданному плану, регулярно, в течение каждого клеточного цикла. При нормальных условиях существования вероятность таких событий 100%. Повторы, обеспечивающие регуляцию, создают функциональный «портрет» генома на данный момент.

Вторая сущность геномов изучена мало. Здесь повторы детерминируют вероятность рекомбинации и делеций-дупликаций при проскальзывании репликации. При этом речь идёт обо всех известных видах рекомбинационных событий – гомологичной, незаконной, сайт-специфической рекомбинациях. В основном, это межгенные прямые повторы. Однако в случаях сайт-специфической рекомбинации в большинстве случаев работают инвертированные повторы. Повторы, обеспечивающие рекомбинацию, детерминируют структуры вероятных геномов, которые могут с неопределённой вероятностью образоваться в будущем. Эти геномные «портреты» не очевидны, так как расположены в будущем и вероятности их образования определяются многочисленными свойствами повторов.

Таким образом, с помощью повторов в геноме детерминированы его действующая в данный момент сущность и вероятный будущий «портрет».

Благодарность. За интерес, проявленный к работе, и ценные замечания автор приносит глубокую благодарность М.С. Покровской, В.Ю. Литвину, В.Л. Мотину и Р. Нудельману.

Литература

1. Смирнов Г.Б. //ВНИИМИ. Медицина и здравоохранение, сер. Эпидемиология, вирусология и инфекционные заболевания. - Вып. 3, М.- 1988- С.1.

1. Смирнов Г.Б. // Успехи современной биологии – 2008 – Т 128, №1 – С. 52-76.

1. Achaz G., Rocha E. P. C., Netter P. and Coissac E. // Nucleic Acids Research – 2002- Vol. 30, N. 13 - P. 2987-2994.

1. Aras R. A., Kang J., Tschumi A. I., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA – 2003 - Vol. 100, N. 23 – P. 13579-13584.

1. Bi, X. and Liu, L.F. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. – 1996 – V. 54 – P. 253–292.

1. Barrangou R., Fremaux C, Deveau H., et al. // Science – 2007- N. 315 – P. 1709-1712.

1. Brinig M. M., Cummings C. A., Sanden G. N., et al. // Journal of Bacteriology – 2006 - Vol. 188, N. 7 - P. 2375-2382.

1. Ché din, F., Dervyn, E., Ehrlich, S.D., and Noirot, P.// Mol. Microbiol. – 1994 - N 12 - P. 561–569.
2. Claverie J.M, and Ogata H. // Trends Biochem Sci. – 2003 – Vol.28, N.2 – P. 75-80.

10. Cole S. T.,. Eiglmeier K, Parkhill J., et al. // Nature – 2001 – N. 409 - P. 1007-1011.

1. Davidsen T., Rø dland E.A., Lagesen K., et al. // Nucleic Acids Research – 2004 - Vol. 32, N. 3 – P. 1050-1058.
2. De Bolle, X., Bayliss, C.D., Field, D., et al. // Mol. Microbiol. 2000. 35: 211 –222.
3. Deitsch, K.W., Moxon, E.R., and Wellems, T.E. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. – 1997 - Vol.61 - P. 281–293.
4. Eckert, K.A. and Yan, G. // Nucleic Acids Res. – 2000 – Vol. 28 – P. 2831–2838.

1. Fetherson J.D., Schuetze P., and Perry R.D.// Molec. Microbiol. – 1992 – Vol. 6 – P. 2693-2704.

1. Goldberg M. B. // Microbiology and Molecular Biology Reviews - 2001 - Vol. 65, N. 4 P. 595-626.

1. Ishino Y., Shinagawa H., Makino K., et al. // J. Bacteriol. – 1987 –Vol. 169, N12 – P. 5429–5433.

1. Jansen, R., van Embden, J.D., Gaastra, W., and Schouls, L.M.//OMICS - 2002 - Vol. 6 – P. 23–33.
2. Jansen R., Embden J.D., Gaastra W., and Schouls L.M.//Mol Microbiol. – 2002 – Vol. 43, N6 – P. 1565-75.
3. Koonin E. V; Wolf Y.I. // Nucleic acids research – 2008 – Vol.36, N21 – P. 6688-6719.

1. Levinson, G. and Gutman, G.A.. //Mol. Biol. Evol. - 1987 – Vol. 4 – P. 203–221.

22. Lovett, S.T., Gluckman, T.J., Simon, P.J., et al.. // Mol. Gen. Genet. - 1994 – Vol. 245 – P. 294–300.

23. Mahillon, J. and Chandler M. // Microbiology and Molecular Biology Reviews. – 1998 - Vol. 62, N. 3 – P. 725-774.

1. Maniloff, J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA - 1996 – Vol. 93 – P. 10004–10006.
2. Marraffini L.A, and Sontheimer E.J. // Science. - 2008 – Vol. 19, N.322 (5909) – P. 1843-1854.
3. Mojica F. J. M., Dí ez-Villaseñ or C., Garcí a-Martí nez J and Almendros C. // Microbiology - 2009 – Vol. 155 – P. 733-740.
4. Nierman, W. C., De D. Shazer, H. S. Kim, et al. Proc. Natl. Acad. Sci. USA - 2004 - Vol. 101 – P. 14246-14251.
5. Ogata H, Audic S, Abergel C, et al. // Genome Res. – 2002 – Vol. 12 – P. 808-816.
6. Ogata H., Suhre K. and Claverie J.-M. // TRENDS in Microbiology - 2005 - Vol.13, N.6 – P. 253-254.
7. Peeters, B.P., de Boer, J.H., Bron, S., and Venema, G. // Mol. Gen. Genet. – 1988 Vol. 212 – P. 450–458.

1. Pierce, J.C., Kong, D., and Masker, W. // Nucleic Acids Res. – 1991 – Vol. 19 – P. 3901–3905.

1. Rocha E. P. C. and Blanchard A. // Nucleic Acids Research. – 2002 - Vol. 30, N. 9 – P. 2031-2042.
2. Rocha E.P.C. // Genome Res. - 2003 – Vol. 13 – P. 1123-1132.
3. Rocha E. P. C., Matic I., and Taddei F. // Nucleic Acids Res. - 2002 – Vol. 30, N.9 – P. 1886–1894.

1. Rocha Е.P.C., Danchin A., and Viari A.// Molec. Biol. And Evolution. – 1999 – Vol. 16, N.9 – P. 1219-1230.

1. Romero, D. and Palacios R. // Annu. Rev. Genet. – 1997 – Vol. 31 – P. 91-111.

1. Roth, J. R., Benson N., Galitski T., et al. // In Escherichia coli and Salmonella: Cellular and Molecular Biology, edited by R. C. H. Neinhardt, J. L. Ingraham, E. C. C. Lin, K. Brooks Low, B. Magasanik et al. ASM Press, Washington, DC. – 1996 – P. 2256–2276.

1. Smith, G. R. // Microbiol. Rev. – 1988 – Vol. – 52 - P. 1-28.

1. Smith G. A., Theriot J. A., and Portnoy D. A. // The Journalof Cell Biology. - 1996 – Vol.135, N. 3 – P. 647-660.
2. Sorek R, Kunin V, Hugenholtz P. // Nat Rev Microbiol. – 2008 – P. 6, N.3 – P.181-186.
3. Tobes R., and Pareja E. // BMC Genomics – 2006 – Vol. 7 – P.62.

1. Trinh T.Q. and Sinden, R.R. // Nature – 1991 – Vol. 352 – P. 544–547.

1. Trivedi S. // Genet. Mol. Res. – 2006 – Vol. 5, N.4 – P. 741-772.
2. van Belkum, A., Scherer, S., van Alphen, L., and Verbrugh. H. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. – 1998 – Vol.62, N.2 – P. 275–293.
3. Waters E., M.J., Hohn I., Ahel D.E., et al. // Proc. Natl.Acad. Sci. U S A. – 2003 - Vol.100 - P.12984-12988.

46. Woese С. R.// Microbiol Rev. – 1987 - Vol. 51, N 2 - P. 221—271.